دوره 11، شماره 41 - ( 9-1399 )                   جلد 11 شماره 41 صفحات 29-46 | برگشت به فهرست نسخه ها

XML English Abstract Print


Download citation:
BibTeX | RIS | EndNote | Medlars | ProCite | Reference Manager | RefWorks
Send citation to:

Saleknezhad M. Increasing the stability of keratin protein solubility in aqueous solutions using the chemical structure modification by alkylation and sulfitolysis methods. NCMBJ. 2020; 11 (41) :29-46
URL: http://ncmbjpiau.ir/article-1-1333-fa.html
سالک‌نژاد مریم، رباط‌جزی سید مرتضی، زین الدینی مهدی. افزایش پایداری کراتین استخراج شده از پر در محلو‌ل‌های آبی با استفاده از روش‌های اصلاح ساختار شیمیایی. مجله تازه هاي بيوتكنولوژي سلولي و مولكولي. 1399; 11 (41) :29-46

URL: http://ncmbjpiau.ir/article-1-1333-fa.html


گروه بیوتکنولوژی سلولی مولکولی، دانشکده شیمی و مهندسی شیمی، دانشگاه صنعتی مالک اشتر، تهران.
چکیده:   (579 مشاهده)
سابقه‌ و هدف: در دو دهه گذشته، پروتئین‌ها و پپتیدها تبدیل به یک گروه مهم از داروها شده‌اند. با این حال، حساسیت به تخریب شیمیایی و فیزیکی از چالش‌های اصلی کاربردهای صنعتی و دارویی پروتئین‌ها است. کمابیش90 درصد از وزن پرمرغ از ضایعات صنایع دام و طیور، کراتین‌ است. این پروتئین نامحلول بوده و تمایل شدیدی به تجمع و رسوب‌دهی دارد.
مواد و روش‌ها: در این پژوهش کراتین از پر مرغ با محلول سدیم هیدروکسید 2/0 مولار استخراج شد و توسط آنزیم آلکالاز صنعتی (V/V) 8 درصد در دمای 55 درجه‌ سانتی‌گراد به­مدت 5 ساعت در pH برابر 8 هیدرولیز شد. محلول کراتین به­دست آمده، توسط روش آلکیلاسیون و سولفیدولیز به­منظور کاهش اگریگاسیون مورد اصلاح ساختار شیمیایی قرار گرفت. حلالیت کراتین، درجه اصلاح شیمیایی، درصد پایداری، مقدار مول تیول آزاد و هم­چنین DLS و FTIR نمونه‌ها بررسی شد.
یافته‌ها: نتایج نشان داد درجه‌ اصلاح شیمیایی کراتین در روش آلکیلاسیون 72 درصد و در روش سولفیدولیز با 66 درصد بوده است. اصلاح شیمیایی کراتین هیدرولیز شده باعث کاهش اگریکاسیون در 3pH به­میزان 65/288 درصد و 3/335 درصدی به­ترتیب برای روش آلکیلاسیون و روش سولفیدولیز به­دست آمده‌است. بررسی پایداری و حفظ محتوی پروتئینی نشان داد، کراتین اصلاح شده به­روش آلکیلاسیون 9/81 درصد و کراتین اصلاح شده به روش سولفیدولیز 3/86 درصد در طی 30 روز پایدار بوده‌است در صورتی­که کراتین هیدولیز شده به­عنوان شاهد تنها 8/9 درصد از محتوای پروتئینی خود را حفظ کرده و پایداری داشته‌است. نتیجه‌ تست DLS نمونه‌ محلول کراتین اصلاح شده با روش آلکیلاسیون در آب، دارای  476/0= PI و اندازه متوسط ذرات 3/157 نانومتر است، در نمونه‌ کراتین اصلاح شده با روش سولفیدولیز در آب، مقدار 475/0=PI و اندازه‌ متوسط ذرات 2/136 نانومتر تعیین گردید، که نسبت­به نمونه‌ کراتین هیدرولیز شده با 552/0=PI و اندازه‌ متوسط 3/990 نانومتر، یکنواخت‌تر و پراکنده‌تر بوده است.
نتیجه‌گیری: اصلاح شیمیایی انجام شده بر روی کراتین هیدولیز شده تغییری دائمی بوده و اتصال گروه‌های عاملی مورد انتظار باعث افزایش حلالیت کراتین در محیط‌های آبی و کاهش تجمع در pH‌ اسیدی شده است. هم­چنین نتایج آنالیز FTIR اصلاح شیمیایی کراتین را تأیید کرد.
متن کامل [PDF 587 kb]   (54 دریافت)    
نوع مطالعه: مقاله تحقیقی | موضوع مقاله: سلولی و مولکولی
دریافت: 1399/9/30 | پذیرش: 1399/9/10 | انتشار: 1399/9/10

فهرست منابع
1. Jacob S, Shirwaikar A, Srinivasan K, Alex J, Prabu S, Mahalaxmi R, et al. Stability of proteins in aqueous solution and solid state. Indian J. Pharm. Sci. 2006 68(2).
2. e Silva ACS, Silveira JN. Correlation between the degree of hydrolysis and the peptide profile of whey protein concentrate hydrolysates: effect of the enzyme type and reaction time. Am J Food Technol. 2013 8(1):1-16.
3. Mokrejš P, Huťťa M, Pavlačková J, Egner P. Preparation of keratin hydrolysate from chicken feathers and its application in cosmetics. JoVE. 2017 (129):e56254.
4. Gromiha MM. Protein bioinformatics: from sequence to function.1nd ed. academic press; 2010.
5. Dhillon GS. Protein byproducts: transformation from environmental burden into value-added products.2nd ed. Academic Press; 2017.
6. Schrooyen PM, Dijkstra PJ, Oberthür RC, Bantjes A, Feijen J. Stabilization of solutions of feather keratins by sodium dodecyl sulfate. J Colloid and Interface Sci. 2001 240(1):30-9.
7. Laba W, Zarowska B, Chorazyk D, Pudlo A, Piegza M, Kancelista A, Kopec W. New keratinolytic bacteria in valorization of chicken feather waste. AMB Exprees. 2018 8(1):9.
8. Kamarudin NB, Sharma S, Gupta A, Kee CG, Chik SMSBT, Gupta R. Statistical investigation of extraction parameters of keratin from chicken feather using Design-Expert. 3 Biotech. 2017 7(2):127.
9. Staroń P, Banach M, Kowalski Z, Staroń A. Hydrolysis of keratin materials derived from poultry industry. PECO. 2014 8(2).
10. Krejci O, Mokrejs P, Sukop S, editors. Preparation and characterization of keratin hydrolysates. Mathematical Methods and Techniques in Engineering and Environmentyal Science: Proceedings of the 13th WSEAS International Conference on Mathematical and Computational Methods in Science and Engineering. 2011.
11. Navone L, Speight R. Understanding the dynamics of keratin weakening and hydrolysis by proteases. PLOS ONE. 2018 13(8):e0202608.
12. Bragulla HH, Homberger DG. Structure and functions of keratin proteins in simple, stratified, keratinized and cornified epithelia. J.Anat. 2009 214(4):516-59.
13. Sinkiewicz I, Śliwińska A, Staroszczyk H, Kołodziejska I. Alternative methods of preparation of soluble keratin from chicken feathers. Waste and biomass valorization. 2017 8(4):1043-8.
14. Karthikeyan R, Balaji S, Sehgal P. Industrial applications of keratins–A review. J SCI IND RES INDIA. 2007 6(9):710-715.
15. Shortle D. Denatured states of proteins and their roles in folding and stability. COSB. 1993 3(1):66-74.
16. Tanford C. Protein denaturation. Adv protein chem. 1968.24(1). p. 121-282.
17. Zapadka KL, Becher FJ, Gomes Dos Santos A, Jackson SE. Factors affecting the physical stability (aggregation) of peptide therapeutics. Interface Focus. 2017 7(6):20170030.
18. Hovgaard L, Frokjaer S, van de Weert M. Pharmaceutical formulation development of peptides and proteins: CRC Press; 2012.
19. Fraser R, MacRae T, Parry D, Suzuki E. The structure of feather keratin. Polymer. 197 12(1):35-56.
20. Arai Km, Takahashi R, Yokote Y, Akahane K. Amino‐acid sequence of feather keratin from fowl. Eur J Biochem. 1983 32(3):501-7.
21. Lee B, Vasmatzis G. Stabilization of protein structures. COSB. 1997 8(4):423-8.
22. Umeda K, Nadachi Y, Sakai K, Nogami Y, Sudo M. Water-soluble keratin derivative and use thereof. Google Patents. 2005.
23. Franks F. Protein biotechnology: isolation, characterization, and stabilization. The Humana Press Inc. 1993.
24. Spicer CD, Davis BG. Selective chemical protein modification. Nat commun. 2014 5(1):1-14.
25. Schrooyen PM, Dijkstra PJ, Oberthür RC, Bantjes A, Feijen J. Partially carboxymethylated feather keratins. 2. Thermal and mechanical properties of films. J. Agric. food chem. 2001 49(1):221-30.
26. Boutureira O, Bernardes GJ. Advances in chemical protein modification. J. Chem. Rev. 2015 115(5):2174-95.
27. Trivedi MV, Laurence JS, Siahaan TJ. The role of thiols and disulfides on protein stability. COSB. 2009 10(6):614-25.
28. Hirs CH. (20) Reduction and S-carboxymethylation of proteins. In Methods in enzymology. 3nd ed. Academic Press 1967. p. 199-203.
29. Aćimović JM, Stanimirović BD, Mandić LM. The role of the thiol group in protein modification with methylglyoxal. JSCS. 2009 74(8-9):867-83.
30. Chalker JM, Bernardes GJ, Lin YA, Davis BG. Chemical modification of proteins at cysteine: opportunities in chemistry and biology. ACES. 2009 4(5):630-40.
31. Schrooyen PM, Dijkstra PJ, Oberthür RC, Bantjes A, Feijen J. Partially carboxymethylated feather keratins. 1. Properties in aqueous systems. J. Agric. food chem. 2000 8;48(9):4326-34.
32. Wynn R, Richards FM. (33) Chemical modification of protein thiols: Formation of mixed disulfides. Methods in Enzymology.1nd ed. Academic Press. 1995 1;25(1):351-6.
33. Cole RD. (22) Sulfitolysis. InMethods in Enzymology. Academic Press. 1967 (11), p. 206-208).
34. Work E, Work TS. Chemical modification of proteins. Elsevier; 1976.
35. Rothenbuhler E, Kinsella J. The pH-Stat method for assessing protein digestibility: an evaluation. J. Agric. Food chem. 1985 33(3),433-438.
36. Crestfield AM, Moore S, Stein WH. The preparation and enzymatic hydrolysis of reduced and S-carboxymethylated proteins. JBC.1963 238(2):622-7.
37. Walker JM, editor. The protein protocols handbook. Springer Science & Business Media; 1996.
38. Riddles PW, Blakeley RL, Zerner B. Ellman's reagent: 5, 5′-dithiobis (2-nitrobenzoic acid)—a reexamination. Anal. biochem. 1979 94(1):75-81.
39. Habeeb AF. (37) Reaction of protein sulfhydryl groups with Ellman's reagent. In Methods in enzymology. Academic Press.1972. 25, p. 457-464.
40. Buchner J, Kiefhaber T, editors. Protein folding handbook. Weinheim: Wiley-VCH; 2005.
41. Barth A. Infrared spectroscopy of proteins. BBA. 2007 1;1767(9):1073-101.
42. Lorber B, Fischer F, Bailly M, Roy H, Kern D. Protein analysis by dynamic light scattering: Methods and techniques for students. BAMBEd. 2012 40(6):372-82.
43. Rajabinejad H, Zoccola M, Patrucco A, Montarsolo A, Rovero G, Tonin C. Physicochemical properties of keratin extracted from wool by various methods. SAGE Journal. 2018 8(21):2415-24.
44. Prayitno P, Rahmawati D, Griyanitasari G. Sheep wool-derived hydrolyzed keratin from tannery waste of the tanning industry using perhydrol. MKKP. 2017 33(2):73-8.
45. Sharma S, Gupta A, Chik SM, Kee CY, Podder PK, Subramaniam M, Thuraisingam J. Study of different treatment methods on chicken feather biomass. IIUM Engineering Journal. 2017 18(2):47-55.
46. Khosa MA, Wu J, Ullah A. Chemical modification, characterization, and application of chicken feathers as novel biosorbents. Rsc Advances. 2013 3(43):20800-10.
47. Ikkai F, Naito S. Dynamic light scattering and circular dichroism studies on heat-induced gelation of hard-keratin protein aqueous solutions. Biomacromolecules. 2002 3(3):482-7.

ارسال نظر درباره این مقاله : نام کاربری یا پست الکترونیک شما:
CAPTCHA

کلیه حقوق این وب سایت متعلق به مجله تازه های بیوتکنولوژی سلولی - مولکولی می باشد.

طراحی و برنامه نویسی : یکتاوب افزار شرق

© 2021 All Rights Reserved | New Cellular and Molecular Biotechnology Journal

Designed & Developed by : Yektaweb